摘要：膈神经放电可反映呼吸运动状态及呼吸中枢的电活动，通过大鼠膈神经放电记录实验可使学生系统深入地理解呼吸生理，培养学生综合分析和解决问题的能力。本文从膈神经放电记录的详细过程、注意事项及实验体会，系统展开综述报告，为教学及科研需要而进行的该类实验提供参考。

　　关键词：膈神经放电；实验；综述报告

　　膈肌是重要的吸气肌[1]，膈神经作为膈肌唯一的传出神经便成为观察呼吸效应的一个最重要的神经结构，同时，膈神经电活动与呼吸中枢电活动密切相关，二者活动变化一致[]，由此可根据膈神经放电活动来反应呼吸中枢神经元放电活动情况，为呼吸相关的科学研究和实验教学提供客观指标。

　　1大鼠膈神经放电记录实验的意义

　　大鼠是基础科学研究中最常用的啮齿类小动物，其90%以上的基因与人类相匹配，市场有现成的针对大鼠的各种生物抗体，研究方便，且大鼠最易于长时间饲养和检测肺通气功能，便于模拟慢性肺疾病模型，尤其大鼠价格较大动物便宜，可大大降低实验成本，增加更多学生实践动手的机会。记录大鼠膈神经的放电，是项动脑动手能力等要求较高的电生理实验技术，该实验能为学生提供一个综合而系统的学习锻炼平台，使其能观察到呼吸运动的中枢调节过程，了解呼吸运动的电生理记录方法，从而更深入地理解呼吸的本质。通过系统的实验过程，能提高学生分析问题和解决问题的综合能力，更能激发学生的求知欲，开拓其思路，启发其创新性思维。

　　2膈神经放电的记录过程和步骤

　　2.1 动物麻醉 使用3%戊巴比妥钠对Sprague Dawley大鼠（300±20g）进行腹腔注射麻醉，以麻醉程度较深为宜（用镊子夹大鼠前后肢均无痛觉反射，呼吸由胸式转为腹式呼吸）。若实验过程中大鼠麻醉程度降低，可酌量追加麻药。

　　2.2 气管插管 大鼠麻醉后仰卧，剔除颈部鼠毛，用碘酒进行消毒，在颈部中线处剪开约1cm小切口，用玻璃分针沿肌缝做钝性分离，分开筋膜后可见相对较大的甲状腺，仔细游离甲状腺与周围组织，尽量避免损伤血管。再用血管钳分开颈前肌群，即见白色、有环形软骨的气管。一手固定气管，另一手用剪刀将气管剪出倒T形切口，顺气管向前下方轻轻送入事先备好的与气管直径匹配的干净插管，并用丝线结扎固定，防止脱落。

　　2.3 分离膈神经 分离膈神经是记录膈神经放电的前提，是整个实验过程的关键环节，直接影响实验的成败，因为大鼠的膈神经比家兔的更细，对做惯了家兔实验的大多同学来讲，此步更是实验的难点。具体包含以下步骤：①动物仰卧和分离颈前肌群：在分离膈神经前应尽量将大鼠仰卧，且头偏向要分离的膈神经的对侧，这样可在寻找、分离时充分地暴露膈神经；用弯头小镊从颈外静脉和胸锁乳突肌之间的血管肌肉间隙向深层作钝性分离，直至脊柱旁；②辨认膈神经：大鼠膈神经主要由第Ⅳ、Ⅴ对颈神经的腹支汇合，从斜方肌的腹缘进入胸腔，沿心包和中膈下行支配膈肌。在颈部脊柱旁，可看见粗大、并且斜向前肢走行的白色臂丛神经，用棉签细心分开脊柱表面的结缔组织，可观察到从臂丛神经发出的头发丝粗细的膈神经紧贴着斜方肌垂直下行（注意这里只有膈神经是垂直往下走行的）。③剥离膈神经：正确辨认膈神经后，用光滑、头端钝圆且弯曲的细玻璃分针，蘸少许生理盐水，从膈神经的外周端轻轻将神经周围的结缔组织剥离掉（不要在神经上来回擦动免伤神经），游离出约1cm的膈神经，在其下穿黑线标记备用。用蘸有温热生理盐水的棉球湿润神经。④颈外静脉插管：在分离膈神经的对侧颈部切口处，从外上到内下小心分离皮下组织，显露并分离颈外静脉，结扎远心端，并用血管夹夹住近心端，于颈外静脉管壁剪一"V"形切口，切入深度为静脉的1/3？郯1/2，沿此切口将备好的充满生理盐水的PE导管插入约1.5？郯2.0 cm，用线结扎固定2道。导管的另端连接三通管，用注射器回抽有血，注入生理盐水无阻力、无渗漏则表明导管位置合适，且没有扭转。后续实验中大鼠需追加麻药时可直接通过三通管进行，若大鼠需较长时间实验，三通管也可连接微量注射泵，缓慢而匀速地补充生理盐水，能维持大鼠以较好的状态。⑤缝合颈部切口：膈神经分离后将标记好的线盘曲一团（较显眼），以贴近神经处放置。手术缝合应按解剖层次分层进行，不要卷入或缝入其他组织。缝合的创缘距与针间距要均匀一致，这样受力及分担的张力一致并且缝合严密，皮肤缝合松紧度合适，既可防止后续实验中因缝合不严而致滴加的石蜡液在皮兜中渗漏，也可预防因缝合过紧影响到大鼠呼吸及膈神经放电。⑥背侧找到膈神经：缝合后将大鼠翻转，在颈背后进行手术，沿膈神经分离侧斜方肌向深部钝性分离，贴肌缝下行，找到标记的黑线团，小心挑起膈神经，滴加预温37℃的石蜡液保护膈神经。

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